慢病毒倍比稀释测定活性的实验中，DAY2天时，把稀释好的病毒和细胞孵育过夜时，用把细胞原培养基吸取出去吗，还是直接把病毒液添加进去？

好问题！在进行 慢病毒倍比稀释测定病毒滴度（titer） 的时候，DAY2 加入病毒时是否更换培养基，确实是一个关键点，对感染效率有一定影响。下面是两种常见操作方式，以及推荐做法：

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推荐操作：先吸掉培养基，再加病毒（常规做法）

流程简述（以DAY2为节点）：

1. DAY1：铺板细胞（如293T、HEK293，常用于测滴度）；

2. DAY2：感染操作

   • 吸掉旧培养基；

   • 加入含有病毒的稀释液（可含 Polybrene，常用浓度 4–8 μg/mL）；

   • 可选择spinfection（1000–1200g，30–90分钟，室温或32℃）；

   • 放回37℃培养箱孵育 6–24 小时；

3. DAY3或DAY4：换液或加药筛，继续培养或进行滴度检测（如荧光或抗生素选择）

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为什么推荐吸掉原培养基再加病毒？

• 避免病毒稀释：如果保留原培养基，病毒浓度会被稀释，影响感染效率；

• 保证MOI一致性：加到的病毒体积准确进入目标细胞，利于滴度计算；

• 有利于病毒与细胞的接触和吸附，提高转导效率。

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例外情况：

• 有些敏感细胞类型（如某些免疫细胞）对换液特别敏感，这时可以：

  • 留一部分培养基（比如1:1稀释病毒）；

  • 或者加病毒后短时间孵育（如6h）再换新鲜培养基。

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总结建议：

对于慢病毒滴度测定实验，特别是你做倍比稀释感染 HEK293T 这类细胞时：

推荐操作是：DAY2 吸掉培养基，再加入稀释好的病毒液。
添加 Polybrene 和 spinfection 会进一步提升感染率和滴度测定的准确性